Actualización sobre el manejo de la marchitez por Fusarium Raza 4 Tropical en musáceas

Update on the management of Tropical Fusarium Wilt Race 4 in musaceae

INTRODUCCIÓN

Las musáceas se ubican entre los cultivos y frutas más importantes, principalmente por su aporte nutricional y económico. Varios trabajos indican que la pulpa de fruta madura contiene vitamina C, riboflavina, tiamina, magnesio, potasio, fósforo, calcio, hierro, zinc, entre otros, además de proteínas, carbohidratos, fibra, varios antioxidantes como galocatequina, dopamina así como lectina, que es una proteína de carbohidratos que funciona como agente antiviral de amplio espectro (Kanazawa y Sakakibara 2000, Gavrovic et al. 2008, Blasco y Gómez 2014, Hapsari y Lestari 2016).

América Latina y el Caribe (LAC) contribuyen con 28 % de la producción mundial y más del 80 % de exportaciones de frutas frescas o procesadas (FAO 2019). En esta región se produce banano, en su mayoría a través del monocultivo de clones del subgrupo Cavendish y plátanos ‒subgrupo Plantain‒, ambos dedicados para la exportación y consumo local, lo cual demuestra su importancia en la economía y seguridad alimentaria del continente americano (FONTAGRO 2019).

La producción de estos cultivos implica varios ciclos, que los definen como plantaciones permanentes o semipermanentes, y dada la naturaleza policíclica de algunos patógenos hacen que existan distintos niveles de susceptibilidad a varias enfermedades. Entre estas, la marchitez por Fusarium, es considerada como la más letal para las musáceas, debido que el patógeno causante de la misma puede sobrevivir en el suelo en estado de latencia por largo periodos de tiempo, con diferentes formas de dispersión (Li et al. 2015, Siamak y Zheng 2018, Martínez et al. 2020). Esta característica limita severamente su manejo o control, lo que hace necesario el desarrollo de nuevas propuestas a tal fin (Wang et al. 2014, Dale et al. 2017, Siamak y Zheng 2018).

El primer reporte de marchitez por Fusarium en banano, fue en Australia en 1874, y se identificó su agente causal como Fusarium oxysporum f. sp. cubense (Foc), hongo del suelo con tres razas (R) de acuerdo a su rango de hospederos. La única forma efectiva de manejar la enfermedad ha sido a través de la exclusión, diagnóstico y contención. Una vez que se detecta el primer foco de infección, todas las medidas deberán estar enmarcadas dentro del concepto de Manejo Integrado de la Enfermedad (MIE), donde debe prevalecer el conocimiento de la interacción hospedero-patógeno (Banano Cavendish – Fusarium), considerando que en casos de alta presión de inóculo, la mejor opción es el uso de variedades resistentes (Ploetz 2015).

DESARROLLO

Agente causal de la enfermedad

Se señala a Foc R4T, recientemente clasificado como Fusarium odoratissimum (Maryani et al. 2019) como la causa de la marchitez por Fusarium en banano Cavendish y otros clones comestibles. Es un hongo del suelo con amplia capacidad de supervivencia a través de sus clamidosporas, que le permiten permanecer en estado de latencia sin hospederos naturales o tejidos colonizados, por largo periodo de tiempo, para luego activarse y dar inicio a la enfermedad (Martínez et al. 2020). Durante su proceso de dispersión en las plantaciones por varias vías ‒suelo, agua, herramientas, equipos agrícolas, ropa, botas, restos vegetales‒ se puede originar la introducción de nuevos alelos entre las poblaciones existentes, ocasionando grandes cambios en su estructura genética (Meldrum et al. 2013, Costa et al. 2014, Ploetz 2015, López y Castaño 2019).

A través de su reproducción asexual se producen microconidios, macroconidios y clamidosporas y aunque no existen reportes de su recombinación sexual se considera altamente variable. Utiliza mecanismos como mutación, elementos transponibles en el genoma, anastomosis hifal, flujo de genes y selección; además de poseer la habilidad para invadir el tejido vegetal, optimizar su crecimiento y propagarse dentro de la planta (Costa et al. 2014, Pegg et al. 2019). Puede ingresar a la planta a través de heridas en las raíces y espacios intercelulares, a diferencia de Foc R1 que solo lo hace por las heridas (Li et al. 2017).

Una vez realizada la penetración, puede invadir las células epidérmicas de las partes apicales y elongación de las raíces ‒sanas o dañadas‒, y antes de manifestarse los síntomas de la enfermedad, ya existe un avance y posicionamiento significativo de Foc en el xilema. No existe una forma práctica y efectiva de detectar plantas infectadas hasta que se expresen los síntomas externos, lo cual dificulta su manejo adecuado (Warman y Aitken 2018, Agrocalidad 2018, Pegg et al. 2019).

Al originarse la muerte de tejidos, el patógeno tiene la habilidad para desplazarse a zonas de las vainas exteriores del pseudotallo e inclusive en las venas centrales de las hojas, produciendo macroconidias y clamidosporas, lo cual podría potenciar su propagación a consecuencia de prácticas de deshoje o despunte, que se realizan frecuentemente para el control del complejo sigatoka (Warman y Aitken 2018).

Se considera un patógeno hemibiotrófo, ya que la infección inicial establece una relación biotrófica con el huésped, pero finalmente pasa a condición de necrotrófo donde se destruye el tejido del huésped (Dita et al. 2018, Pegg et al. 2019). Es capaz de causar marchitez a bajos niveles de inóculo, pudiendo estar activo o pasivo a cierta profundidad en el suelo, con múltiples ciclos de infección en la plantación (Ploetz 2015).

Al originarse la infección, en la planta se activan mecanismos de defensa que incluyen compuestos antimicrobianos preexistentes o inducibles, proteínas relacionadas con la patogénesis, péptidos antimicrobianos pequeños y especies reactivas al oxígeno. Así mismo compuestos antioxidantes que conllevan a una acumulación de fitoalexinas que causan incremento de la cantidad total de polifenoles libres (Segura 2019). Durante el proceso de colonización del patógeno, se genera una formación extensa de conidios dentro del xilema que se mueven libremente en la corriente de transpiración hasta que son bloqueadas temporalmente por respuesta de defensa de la planta (Pegg et al. 2019).

La manifestación en campo de los primeros síntomas de la marchitez por Foc, inicialmente comienza en una o pocas plantas, debido a la baja presión de inoculo o por largo período de latencia del patógeno en el suelo, y su expresión está directamente relacionada con la presencia del ácido fusárico producido por hongo. A medida que progresa la enfermedad aumenta la cantidad de inóculo en el área y los síntomas se desarrollan más rápidamente, observándose mayor cantidad de plantas afectadas en un patrón aleatorio (Pegg et al. 2019). En algunas plantas la expresión de los síntomas no se detecta hasta el inicio de la floración. En las Figuras 1 y 2, se pueden observar los síntomas de la enfermedad en una planta de banano Cavendish, cultivada en Taiwán.

En todos los casos la diseminación de la enfermedad entre plantas se produce mediante el contacto de raíces de plantas vecinas ‒propagación activa‒, mientras que los nuevos focos de infección resultan de la dispersión pasiva del inóculo; esto resalta la importancia del protocolo de bioseguridad para Foc R4T ‒diseñado para reducir la cantidad de inóculo que llega al suelo‒ y la detección temprana de los focos de infección (Pegg et al. 2019).

Generalidades sobre el manejo de Foc R4T

Debido a la poca disponibilidad de clones resistente a Foc R4T, comercialmente viables y medidas de control efectivas, lo más indicado es evitar la entrada del patógeno en zonas libres del mismo y la implementación de estrategias eficientes dentro del MIP. Es indispensable una comprensión integral de su epidemiología que implica el conocimiento del patógeno dentro y fuera de los tejidos vegetales y su potencial para sobrevivir en condiciones extremas (Warman y Aitken 2018, Bubici et al. 2019).

Por su compleja naturaleza, Foc es particularmente difícil de controlar debido a: a) es un hongo del suelo capaz de sobrevivir en el mismo por más de 20 años en ausencia de hospederos naturales o alternativos con expresión asintomática; b) es un patógeno vascular que puede escapar de la acción de productos de control una vez que penetra en la planta; c) tiene la capacidad de propagarse por distintos medios (material vegetal, agua, suelo, hombre, maquinarias, entre otros) y (d) hay una prevalencia de sistemas de monocultivo de banano Cavendish ‒susceptible a este patógeno‒ en el contexto mundial (Hennessy et al. 2005, Bubici et al. 2019, Martínez et al. 2020).

Dita et al. (2018), indicaron que las estrategias a implementar para su manejo pueden variar de acuerdo a cuatro situaciones distintas: (i) Ausencia de Foc, donde es imprescindible adoptar medidas de exclusión para evitar su entrada a otras áreas libres del mismo; (ii) Primera incursión de Foc, donde las medidas de contención deben aplicarse rápida y escrupulosamente, mientras que las medidas de exclusión tendrán vigencia solamente en áreas cercanas, libres del patógeno; (iii) Baja prevalencia de Foc, donde su manejo se puede implementar; (iv) Alta prevalencia de Foc, donde las medidas de contención son obviamente inefectivas, y el MIE puede ser cuestionable, siendo necesario el uso de clones resistentes. Dada su reciente declaratoria en Colombia, los escenarios (i) y (ii) se corresponden con la región de LAC.

A continuación se indican limitaciones y bondades de un conjunto de estrategias para enfrentar el Foc:

1. Prácticas Culturales

   1. Eliminación in situ de plantas infectadas.

      Para evitar la propagación del Foc una vez determinada su presencia en el área, lo más indicado es la eliminación in situ de plantas infectadas o sospechosas. Se debe aplicar gran cantidad de urea para crear ambientes anaeróbicos y ayudar a acelerar la descomposición de tejidos vegetales, y así reducir el impacto ambiental que causa el uso de biocidas como glifosato o productos similares, o los hidrocarburos (Dita et al. 2018, Martínez et al. 2020). Se ha recomendado la eliminación de plantas vecinas o adyacentes al foco de infección detectado, para conformar un anillo simple o doble para reducir la diseminación del patógeno hacia áreas libres. Además es necesario complementar con otras estrategias como el uso de desinfectantes para la limpieza de botas, herramientas y maquinaria (Nel et al. 2007, Meldrum et al. 2013, López y Castaño 2019). Las respuestas más consistentes han sido obtenidas con sales de amonio cuaternario que pueden generar desintegración de estructuras del patógeno (Huang et al. 2017). Estas sales actúan de manera efectiva al ser usadas para limpiar o esterilizar superficies, implementos y maquinarias, entre otras, a fin de minimizar la propagación de patógenos, con bajo impacto ambiental y sin causar corrosión (Nel et al. 2007, Meldrum et al. 2013).

   2. Uso de altas temperaturas.

      La incineración in situ de restos vegetales infectados es una práctica común en diversos países como Taiwán y Australia, utilizando para ello láminas de aluminio o zinc, para no afectar plantas vecinas sanas (Pérez et al. 2014). Otra variante es la solarización del suelo utilizando plásticos trasparentes para cubrir restos vegetales, repicados y tratados con urea o cualquier producto que pueda acelerar su descomposición (Pérez et al. 2014, Dita et al. 2018, Bubici et al. 2019). Hermanto et al. (2012), demostraron que en un suelo infectado con Foc R4T, sometido únicamente a este tratamiento, la aparición de la enfermedad se retrasó más tiempo que con la práctica de rotación de cultivo con maíz, durante dos siembras consecutivas y barbecho durante 10 meses.

      La práctica de solarización del suelo para el control de plagas, está en función del tiempo y la temperatura. Se debe considerar que muchos patógenos, malezas y otras plagas, son mesófilos, por cuanto un umbral de temperatura de 37 °C es crítico, y los efectos del calor a temperaturas superiores a este punto durante cierto tiempo es letal para todos ellos (Abu-Irmaileh 2004, Parra et al. 2015). Por lo general con la solarización, las temperaturas pueden llegar a más de 45 °C en los primeros 15 cm, lográndose controlar muchas plagas en la zona radical ‒entre 10 a 30 cm‒, al usar de cuatro a ocho semanas de solarización (Abu-Irmaileh 2004).

      Esta práctica podría ser combinada con el uso de abonos orgánicos (compost, bokashi, entre otros), lográndose incrementar la temperatura del suelo en menor tiempo. Además causa un efecto biotóxico in situ al liberarse compuestos volátiles provenientes de la descomposición de las fuentes orgánicas (Abu-Irmaileh 2004). La solarización del suelo ha demostrado ser una práctica efectiva y amigable con el ambiente, que por su eficiencia económica y facilidad, así como las acciones sinérgicas con otras tácticas de manejo, permiten que sea incluida dentro del MIP (Abu-Irmaileh 2004, Parra et al. 2015).

   3. Control de malezas.

      Esta práctica además de contribuir a reducir la competencia por nutrimentos, agua y espacio con las malezas, conlleva a disminuir la presión del inóculo inicial presente en estos hospedantes alternos, considerados portadores endofíticos. En muchas ocasiones pueden presentarse como plantas asintomáticas, lo cual hace difícil su ubicación e identificación en campo (Hennessy et al. 2005, Pérez 2015, López y Castaño 2019). La raza 1 de Foc fue encontrada en Paspalum fasciculatum, Panicum purpurescens, Ixophorus unisetus y Commelina diffusa; mientras que la raza 4 subtropical de Foc se encontró en Paspalum spp., y Amaranthus spp. Así mismo, Foc R4T se ha señalado en raíces de Chloris inflata, Euphorbia heterophylla, Cyanthillium cinereum y Tridax procumbens (Hennessy et al. 2005, Dita et al. 2018).

      Contrario a lo que comúnmente se asume, las clamidosporas de Foc son producidas constantemente una vez que el huésped es invadido, y su capacidad para colonizar y crecer saprofíticamente en los desechos aumenta la producción de las mismas, contribuyendo a su mayor persistencia en el suelo (Dita et al. 2018). Esto sugiere que Foc puede sobrevivir como endófito en otros sistemas y cuando el cultivo de bananos es replantado en el área, las malezas pueden actuar como reservorio de inóculo. El impacto de las prácticas de manejo de malezas en la dispersión de Foc y su supervivencia, necesitan más atención (Dita et al. 2018).

   4. Rotación de cultivos o cultivos de cobertura.

      La rotación de cultivos además de contribuir a mejorar algunas propiedades físicas, químicas y microbiológicas de los suelos, puede contribuir a reducir el inóculo de Foc, al crear un ambiente supresivo o al reducir o eliminar malezas con o sin síntomas. Se debe tener en cuenta estrategias como la siembra intercalada o rotación con especies no hospedantes del hongo, como yuca (Manihot esculenta) (Buddenhagen 2009), puerro chino (Allium tuberosum Rottler) y piña (Ananas comosus), debido que Foc tiene la capacidad de colonizar otros cultivos (Buddenhagen 2009, Zhang et al. 2013, Wang et al. 2015, López y Castaño 2019, Martínez et al. 2020).

      Dita et al. (2018) indicaron que el maní pinto (Arachis pintoi) como cobertura, redujo 20 % la intensidad de marchitez por Fusarium en bananos; además, se generó efecto positivo en el rendimiento al incrementar el peso del racimo. Pegg et al. (2019), indicaron que al utilizar el arroz como cultivo, en los suelos sumergidos, la población de Foc disminuyo a niveles no detectable en cuatro meses.

   5. Manejo de suelos.

      Al modificarse el microbioma suelo – planta se puede afectar la incidencia de marchitez por Fusarium, mediante la creación de ambientes supresores en el suelo o por obstaculizar la penetración del hospedador y la colonización (Dita et al. 2018). De acuerdo con Shen et al. (2015) y Dita et al. (2018), la presencia de una microbiota activa y funcionalmente diversa donde exista gran cantidad de colonias de microorganismos activos, debería tener mayor capacidad para suprimir la enfermedad. Adicionalmente, utilizar suelos bien drenados y aireados con menor contenido de arcilla, reducen la enfermedad, al mejorar el desarrollo radical y la actividad microbiana (Domínguez et al. 2001, Dita et al. 2018, Bubici et al. 2019).

      El uso de materia orgánica (MO) altamente enriquecidas con microorganismos y aplicadas en diferentes dosis, es esencial para la salud del suelo y supresión de enfermedades (Larkin 2015, Dita et al. 2018). No obstante, existen riesgos en el manejo de la misma por desconocimiento de su naturaleza. La aplicación de estiércol de pollo, sin la debida descomposición, puede aumentar la enfermedad debido a mayor daño causado en la raíz. Esto por el efecto de las altas temperaturas generada por su descomposición, y que además conlleva a un menor pH del suelo. Ambos actúan como factores predisponentes para la enfermedad (Bonanomi et al. 2010, Dita et al. 2018, Martínez et al. 2020).

   6. Riego y drenaje.

      Las inundaciones pueden contribuir con la reducción de poblaciones de la mayoría de los organismos del suelo; sin embargo, la recontaminación del vacío biológico resultante, por Foc ocurre de manera rutinaria (Pegg et al. 2019). La aplicación de riego en altos volúmenes a través de canales de gravedad o ausencia de drenaje eficiente, favorecen el desarrollo de la enfermedad, así como su intensidad.

   7. Nutrimentos.

      La nutrición puede aumentar o disminuir la resistencia a plagas y enfermedades, debido a su efecto en el crecimiento, morfología, anatomía y, particularmente, en la composición química de las plantas, y pueden influir en la intensidad de las enfermedades (Yamada 1995, Dita et al. 2018). En el caso de Foc, esta condición puede ser más compleja, debido al impacto directo en el hábitat del patógeno (Domínguez et al. 2001, Dita et al. 2018).

      El nitrato (NO₃^-) aumenta el pH cerca de la rizosfera, contribuyendo a aumentar el contenido la lignina, manteniendo mayor tasa fotosintética y mejorando la absorción de nutrimentos relacionada con la resistencia. El amonio (NH₄) puede favorecer la penetración del hongo a través de las raíces, al mantener estable el contenido de lignina que afecta la regulación de la exudación de citrato que condiciona la intensidad de la enfermedad (Dita et al. 2018, López y Castaño 2019).

      Una condición baja de fósforo en el suelo y plantas deficientes en potasio, conllevan a una alta incidencia y mayor susceptibilidad a la marchitez, mientras que el calcio y magnesio, parecen reducirla al estar asociados al aumento del pH (Dita et al. 2018). Mayor contenido de hierro podría promover la germinación de esporas Foc y aumentar la severidad de la enfermedad (Domínguez et al. 2001). El zinc (Zn) en óptimos niveles contribuye a mejorar la formación de tilosa barreras físicas que obstruyen el paso del patógeno hacia el rizoma (Dita et al. 2018). El silicio (Si), mejora las propiedades mecánicas y fisiológicas de las plantas, y contribuye a superar estrés bióticos y abióticos, e induce a la activación de resistencia mecánica y a la creación de una capa protectora externa (Wang et al. 2017, Bubici et al. 2019).

2. Uso de químicos

   En general el uso de productos químicos, por la facilidad de obtención, empleo y rapidez con que se observan los resultados, es la estrategia más usada para el control de patógenos. No obstante, su uso inadecuado e indiscriminado puede generar mutaciones o resistencia en la población de patógenos tratados, con efectos colaterales en humanos, animales y ambiente (Ramu et al. 2016, López y Castaño 2019).

   En el caso de Fusarium, debido a sus estructuras de resistencia, la eficiencia de estos productos ha quedado comprometida. Existen pocas referencias sobre el control de Foc en campo mediante el uso de fungicidas, tal como el carbendazim, procloraz, propiconazole o benomil, o in vitro como fosfonato, ácido ambuico, organoestaño mandelatos, carbendazim, carboxina, propiconazol, benomilo y difenoconazol, requiriéndose mayor validación (Nel et al. 2007, Bubici et al. 2019, López y Castaño 2019).

   Recientemente se reportó el uso de nanopartículas de plata (AgNPs) como sustancia antimicrobiana en diferentes productos para el control de microorganismos. Se ha observado mayor efectividad para el control de Foc R4T, a dosis de 200 a 400 mL.L^-1, aplicadas a intervalos ente 1 a 2 meses a plántulas de bananos, en suelos previamente solarizados por 3 meses, lo cual ha incrementado su uso entre productores (Almomany et al. 2019): no obstante, se recomienda efectuar mayor cantidad de pruebas en campo, antes de recomendar su uso.

3. Uso de extractos y aceites esenciales de plantas con propiedades antifúngicas

   Los métodos alternativos para el control de enfermedades se han estudiado con énfasis en nuevos compuestos como extractos vegetales y bioaceites con propiedades de fungicidas derivados de diversas fuentes de recurso fitogenéticos y algunos han sido reportados para el control de Foc, tales como extractos de plantas de pimienta (Piper betle), neem (Azadirachta indica), ajenjo (Artemessia annua), eucalipto (Eucalyptus globulus), albahaca (Ocimum sanctum) y ruibarbo (Rheum emodi) (Villa et al. 2015, López y Castaño 2019, Oltehua et al. 2019).

   En banano la eficacia de una formulación comercial a base de extractos metanólicos de hojas de la planta trompeta del diablo (Datura metel), que contenía también agentes emulsificantes, estabilizadores, solventes, y algunos microorganismos de control biológico redujo el crecimiento micelial en 90 %, mientras que en condiciones de campo, mostro reducción hasta del 65 % de la marchitez por Foc (Villa et al. 2015).

   Aceites esenciales de clavos aromáticos (Eugenia aromatica y Syzygium aromaticum), canela (Cinnamomum zeylanicum Blume.), de hojas de Zimmu (Allium cepa L. x Allium sativum L.) y de puerro chino (Allium ampeloprasum var. Porrum), demostraron efecto inhibitorio sobre el crecimiento micelial y germinación de conidios, incluyendo la raza 4 (Villa et al. 2015, López y Castaño 2019). Adicionalmente se señala que los aceites esenciales de Oregano (Origanum vulgare) y Pimienta Tabasco (Pimienta dioica), a nivel in vitro pudieron inhibir el 100 % del crecimiento miceliar de Foc en concentraciones de 5.000, 3.000,1.000, 750 y 500 μL.L^-1 y 1.000, 3.000 y 5.000 μL.L^-1 respectivamente. Por lo que su uso en campo puede ser utilizado en tratamientos profilácticos como desinfección de material propagativo y herramientas de trabajo, entre otros (Oltehua et al. 2019).

4. Uso de control biológico

   El control biológico ha ganado interés en los últimos años y ha tomado campo dentro de los programas de MIE (López y Castaño 2019); aunque, históricamente han generado resultados inconsistentes, debido a múltiples variables ambientales, genéticas, fisiológicas, entre otras difíciles de controlar, que pueden interactuar y estar presentes en cualquier agroecosistema (Bubici et al. 2019).

   Varios trabajos indican presencia de colonias de Fusarium spp. no patogénicos en algunos suelos supresivos, generando comportamiento antagónico ante el desarrollo de cepas patogénicas de otros Fusarium, estableciendo competencia por carbono, nutrimentos, sitios de infección o inducción de resistencia sistémica (López y Castaño 2019). Efectos similares a los inducidos por bacterias promotoras del crecimiento vegetal y cepas no patogénicas de Bacillus subtilis, que inhiben el crecimiento micelial y colonizan los tejidos de la planta disminuyendo la incidencia de la enfermedad (Sun et al. 2011); igual situación se ha señalado para el caso de Pseudomonas (Saravanan et al. 2003, Lian et al. 2008, Thangavelu y Jayanthi 2009, Bubici et al. 2019, López y Castaño 2019).

   Zapata (2019), observó que aislamientos de Bacillus amyloliquefaciens presentaron tendencia a la reducción de la incidencia y severidad de la marchitez por Fusarium en suelos contaminados artificialmente con Foc R1, en los primeros 28 días después de la inoculación. Igual comportamiento fue observado con bacterias biocontroladoras como Burkholderia sp., Herbaspirillum sp., Gamma-proteobacterias; y con los hongos Gigaspora margarita, Glomus mosseae y Trichoderma harzianum (Borges et al. 2007, Weber et al. 2007, Köberl et al. 2017, López y Castaño 2019). El uso de Trichoderma spp., en combinación con plantas sanas han mostrado excelentes resultados a escala comercial ante Foc R1, siendo necesario mayor cantidad de pruebas ante Foc R4T (Bermúdez 2014).

   Otros microorganismos como Serratia marcescens, Streptomyces griseus, Streptomyces violaceusniger, inducen en Fusarium producción de hifas distorsionadas y lisis, inhibiendo formación y germinación de conidios, y degradación de la pared celular, similar a los causados por productos a base de quitosano (Al-hetar et al. 2011, Bubici et al. 2019, López y Castaño 2019).

5. Uso de promotores o inductores de resistencia

   Las plantas generan gran cantidad de respuestas ante la presencia de entes invasores como patógenos o por el medio circundante, que les permiten reconocer al agresor y activar sus mecanismos de defensa. Las sustancias químicas o factores bióticos que desencadenan un cambio en el metabolismo de la planta son llamados elicitores, y la primera manifestación inducida en las plantas es la hipersensibilidad (HR), que consiste en una muerte celular localizada en el sitio de infección, generada por la presencia del ácido salicílico ‒AS‒ y la explosión oxidativa por las especies reactivas de oxígeno ‒ROS‒, como el peróxido de hidrógeno ‒H₂O₂‒ y al radical súper óxido ‒O^-2 ‒(Villa et al. 2014, Segura 2019).

   Productos como ácido indolacético, acibenzolar-metil, menadiona bisulfito de sodio, fosfitos, y acibenzolar-S-metil, tienen la capacidad de acelerar la respuesta de defensa de la planta al ataque del patógeno; así como proporcionar una protección de larga duración, y disminuir la aplicación de plaguicidas químicos (Nel et al. 2007, Bermúdez 2014, Bubici et al. 2019, López y Castaño 2019).También existen reguladores de crecimiento de generación reciente donde se destaca el grupo de jasmonatos. Actúan principalmente como promotores de la defensa en plantas, por la activación enzimática generada por el metil jasmonato sobre plántulas de banano inoculadas con Foc R4T. Aun cuando se considera que no están bien establecido los mecanismos de acción del mismo, en plantas de Cavendish inoculadas con Foc R1 se ha observado acumulación endógena del mismo, que puede mejorar la resistencia a Foc R4T (Sun et al. 2011, Wu et al. 2013, Bermúdez 2014, Siamak y Zheng 2018, López y Castaño 2019).

   La aplicación de inductores de resistencia sistémica se ha convertido en los últimos años en una herramienta estratégica en el manejo de las enfermedades (Bermúdez 2014, Villa et al. 2014).

6. Mejoramiento genético

   Es la estrategia más indicada a mediano y largo plazo para manejar la enfermedad a través de cultivares resistentes; sin embargo, algunos atributos de las frutas, pueden no coincidir con las exigencias y demandas del mercado. El mejoramiento genético en musa puede realizarse por diferentes vías:

   1. Convencional

      Las musáceas comestibles son cultivos difíciles de mejorar genéticamente debido a la existencia de: 1) hibridación interespecífica que impide la transferencia de rasgos agronómicos deseables; 2) poliploidia; 3) largo ciclo de producción; 4) esterilidad de la mayoría de los cultivares; 5) baja variabilidad genética en el germoplasma. Adicionalmente se debe considerar que la introducción de múltiples genes resistentes a hongos, bacterias y virus, puede causar reducción considerable del rendimiento o intensificar otros rasgos agrícolas indeseables debido al vínculo genético (Tripathi et al. 2020). A pesar de ello, los programas de mejoramiento genético han obtenido cierto progreso y como resultado se han generado nuevos clones para su evaluación (Leiva 2006).

      Muchos de estos programas se basan en la utilización de la resistencia encontrada en especies silvestres de Musa, tales como: Musa acuminata ssp. burmannica, Musa acuminata ssp. malaccensis y Musa acuminata ssp. siamea, también en los cultivares diploides Pak (AA), Pisan lilin (AA). Por consiguiente el mejoramiento convencional depende del desarrollo de diploides agronómicamente superiores, por lo que en un principio el mayor esfuerzo deberá concentrarse en la búsqueda y desarrollo del material diploide parental con resistencia genética a enfermedades o plagas de importancia económica, atributos agronómicos deseables como buen tamaño y excelente conformación del racimo, partenocarpia, porte bajo o enanismo, entre otros. Estos diploides mejorados son a su vez cruzados con cultivares triploides entre los cuales se encuentran Yangambi km 5 (Musa AAA), Saba (Musa ABB) y Pisang Ceylan (Musa ABB), que puedan producir semillas para desarrollar otros híbridos que incluye tetraploides (Rosales y Pocasangre 2002).

      Fuentes de resistencia a Foc R4T han sido encontradas entre parentales silvestres tales como Musa basjoo, M. itinerans, M. yunnanensi, M. nagensium, M. ruiliensis y M. velutina, y en clones Pahang (Musa AA) y Calcutta 4 (Li et al. 2015, Siamak y Zheng 2018, Bubici et al. 2019, Martínez et al. 2020). En el caso de M. yunnanensis, se observaron altos niveles de ácido salicílico y citoquininas, alta concentración de fenoles, flavonoides y catequizas, y bajos niveles de ácido abscísico, e incremento de sustancias antioxidantes como la glutationa y ácido ascórbico; mientras que, en parentales de los bananos actuales, tal como M. balbisiana y M. acuminata ssp. burmannica, se observó mayor intensidad de la enfermedad (Li et al. 2015, Li et al. 2017, Martínez et al. 2020).

      En la actualidad se cuenta con varios clones generados por organizaciones como Fundación Hondureña de Investigaciones Agrícolas (FHIA), Centro de Investigación de Agricultura de Francia de Desarrollo Internacional (CIRAD), Instituto Internacional de Agricultura Tropical (IITA), Instituto Indio de Investigaciones Hortícolas (IIHR), Empresa Brasileña de Investigaciones Agropecuarias (EMBRAPA) (Vézina 2019, Martínez et al. 2020).

   2. Uso de biotecnología

      La micropropagación es una de las aplicaciones de la biotecnología más generalizadas del cultivo in vitro, y consiste en la propagación de plantas en un ambiente artificial controlado con el empleo de un medio de cultivo. La misma puede ser realizada a partir de órganos, tejidos y células de la planta donadora del explante, mediante métodos de regeneración como organogénesis formación de un primordio unipolar a partir de una yema con el subsiguiente desarrollo de un brote vegetativo y embriogénesis somática formación de un embrión a partir de una célula o grupo de ellas, que no es producto de la fusión de gametos (Galan et al. 2018). Se indican las alternativas de mayor impacto:

      • Variación somaclonal.

        La variación somaclonal comprende los cambios genéticos o epigenéticos inducidos durante la fase de callo de las células vegetales cultivadas in vitro, y se ha considerado como una herramienta importante para el mejoramiento genético que puede ser utilizada para inducir variabilidad genética para obtener características agronómicas deseable (Leiva 2006, Sánchez y Jiménez 2009).

        El CIRAD conjuntamente con la empresa VITROPIC recientemente presentó el clon Ruby con características similares al Gran Enano y con sensibilidad mediana ante Foc R4T (Loeillet y Lescot 2019). De igual manera, somaclones Cavendish GCTCV-218 y GCTCV-219, de sabor y aspecto similar a Cavendish, han sido desarrollados en Taiwán por el Instituto de Investigaciones de Banano de Taiwán (TBRI), con resistencia intermedia a Foc R4T. Evaluaciones de campo en Filipinas revelan que el somaclon GCTCV-218 presentó un nivel de infección entre 0 a 10 %, mientras que el somaclon GCTCV-219 fue entre 0 a 4 %. Debido a sus similitudes con la fruta de los clones Cavendish, el somaclon GCTCV-218 ha presentado mayor aceptación comercial, y recientemente se han extendido a Mozambique. No obstante, en Australia, su comportamiento en campo durante tres años de evaluación presento hasta 68,8 % de infección por Foc R4T (Dale et al. 2017, Dita et al. 2018).

      • Mutagénesis química.

        A través de esta herramienta se ha desarrollado un método para el tratamiento de ápices meristemáticos en yemas de banano con un mutágeno químico (Etil-Metano-Sulfonato) mostrando que el genotipo de los mutantes es estable en generaciones sucesivas. En Brasil, cinco líneas de banano resistentes al marchitamiento por Fusarium fueron obtenidas después del tratamiento mutagénico in vitro (Bermúdez 2014).

      • Transgénesis

        Está referida a la transferencia de genes de un organismo a otro, o la mezcla de materiales genéticos entre especies que no pueden hibridarse por medios naturales, logrando la alteración selectiva y deliberada del genoma, al introducir, modificar o eliminar genes específicos mediante técnicas moleculares, que podrían generar plantas transgénicas, con resistencia a estrés biótico (Díaz et al. 2010, Holme et al. 2013).

        Dale et al. (2017), lograron generar dos líneas de Cavendish transgénico: una transformada con un gen de resistencia a R4T proveniente de Musa acuminata ssp. malaccensis (RGA2), y otra con un gen anti apoptosis derivado del nematodo Caenorhabditis elegans (Ced9). Estas fueron evaluadas en campo durante tres años contra plantas testigos Cavendish Gran Nain y Williams ‒susceptibles a R4T‒, el somaclon GCTCV 218 (seleccionado en Taiwán por su tolerancia a R4T), y el clon DPM25 (Dwarf Parfitt Mutant) cultivar Cavendish irradiada con resistencia a la raza subtropical 4. Los resultados indicaron que el tratamiento testigo presento entre 67 y 100% de plantas muertas o con síntomas, mientras que el tratamiento del GCTCV 218, fue tan susceptible como el cultivar Williams, al igual que el tratamiento del clon DPM25; mientras que, los tratamientos RGA2 y Ced9 no mostraron síntomas de la enfermedad. Este es el primer reporte de resistencia al marchitamiento por Fusarium en bananos transgénicos en el campo, lo cual representa avance significativo para evitar el colapso de la producción del banano Cavendish.

        El incremento en los niveles de los genes de resistencia de M. acuminata ssp. malaccensis utilizados en la transgénesis puede reducir la infección de R4T, no obstante, estos genes aún no han sido identificados en su totalidad, pero se presume que el gen RGA2 puede estar involucrado. Por otro lado, el modo de acción de la resistencia a R4T mediada por Ced9 en bananos transgénicos tampoco está claro, así como la funcionalidad del gen anti apoptosis, puede ser preventivo de la muerte celular inducida por la acción fúngica (Dale et al. 2017).

        Los conceptos de transformación cisgénesis e intragénesis se desarrollaron como alternativas a la transgénesis, y ambos implican que las plantas solo deben transformarse con material genético derivado de la propia especie o de especies estrechamente relacionadas capaces de hibridación sexual (Holme et al. 2013), pudiendo también existir como alternativa la transformación genética de la planta al alterar su cadena de ADN.

        La edición del genoma basada en CRISPR-Cas9 se ha convertido en la herramienta más poderosa para este fin, debido a su capacidad de crear alteraciones precisas en el genoma de la planta. Recientemente, se logró la edición del genoma del banano basada en CRISPR-Cas9, y su potencial uso se evidenció ante su reciente aplicación para inactivar el virus de la raya, Banana Streak Virus (BSV). Su presencia en condiciones de estrés se activa en partículas virales infecciosas en progenitores que contienen en su genoma algún componente de Musa balbisiana y sus combinaciones ‒BB, AAB, ABB‒ que podrían ser usados como fuentes o progenitores en el mejoramiento del cultivo (Tzean et al. 2019, Tripathi et al. 2019, Tripathi et al. 2020).

7. Manejo integrado

   El manejo integrado permite entender y manejar la complejidad de los agroecosistemas donde se involucra un patógeno. En el caso de Foc R4T es indispensable identificar las prácticas alternativas disponibles a ser utilizadas y probadas ampliamente en diferentes contextos, teniendo en cuenta el estado de la enfermedad, la diversidad de cultivares y los sistemas de producción (Dita et al. 2018).

   En estos escenarios los análisis de riesgo son de alta prioridad, y al detectarse un brote de marchitez por Foc, un plan de erradicación de plantas y la contención de patógenos deben ser activados. El monitoreo continuo para la detección temprana es esencial, y una vez que la enfermedad está presente, las tácticas para suprimir el patógeno e impulsar las defensas de la planta son fundamentales, mientras que las medidas de exclusión y contención no deben ser descuidadas. Con el tiempo la marchitez por Foc alcanza niveles elevados donde su manejo es económicamente imposible y la erradicación de la parcela con la sustitución o rotación de cultivos, son inevitables, a menos que dispongan de cultivares resistentes. Todas estas tácticas de manejo no solo deben centrarse en la enfermedad, sino también en la productividad sostenible y seguir el principio de un proceso continuo de mejora (Dita et al. 2018).

   De acuerdo con OIRSA (2009), Dita et al. (2010), MUSALAC (2011), Guzmán y Sandoval (2015), Dita et al. (2018), Bubici et al. (2019) y García et al. (2020), para definir las medidas de prevención es necesario identificar las posibles fuentes de contaminación tales como:

   1. Visitantes y trabajadores que pudieron haber visitado plantaciones, viveros o áreas con historial de infestación por Foc R4T.
   2. Origen del material vegetal o sustrato, los cuales son elementos determinantes para la diseminación de la enfermedad.
   3. Suelo con estructuras del hongo adherido a equipos agrícolas, motores, vehículos, tractores, contenedores, herramientas, neumático, extremidades o pelaje de animales, zapatos, entre otros.
   4. Artesanías, o alimentos con envolturas de restos vegetales, como hojas o vainas secas del pseudotallo, contentivos de esporas del hongo.
   5. Agua contaminada.
   Con respecto al ingreso de material vegetal a las fincas, se debe considerar:
   1. Definir la necesidad de realizar su importación, considerando las implicaciones fitosanitarias para el país.
   2. Si se procede a importar, debe hacerse preferiblemente de países libres de la enfermedad (Hermanto et al. 2012, Ordoñez et al. 2015, Dita et al. 2018, Vézina 2019) y solo en forma de cultivo in vitro, con todos los certificados fitosanitarios que indiquen de manera explícita, que el material está libre de Foc R4T.
   3. Evitar movilizar cormos, suelo o partes de plantas, de una finca a otra, sin previo análisis del estado fitosanitario. Igualmente se recomienda llevar inventario de lotes a renovar, para hacer seguimiento al material de siembra, así como adquirir la semilla en fincas registradas.

   Martínez et al. (2016) y García et al. (2020), afirman que las medidas de bioseguridad están dirigidas a:

   • Restringir visitas a la unidad de producción, cumplir con los protocolos de bioseguridad para la desinfección de vehículos y calzados. Para el ingreso, a la finca se debe disponer de:
     1. puerta, con paso de nivel o cualquier implemento, que limite el libre acceso de vehículos o personas.
     2. batea, rodaluvio o piscina de desinfección de cauchos ‒capacidad mínima 50 L‒, en la entrada de la finca con sal de amonio cuaternario en forma de cloruro de benzalconio (400 gramos i.a. L^-1), o cloruro de fenil metilo 50 % + alcohol isopropílico 2,7 %. De igual manera, los pasajeros a bordo de las unidades que ingresan deberán proceder al proceso de desinfección de sus calzados.
     3. zona de bioseguridad para la recepción de visitantes, cuya ubicación garantice que no haya riesgo de infección o contaminación a las instalaciones de la finca.
     En el interior de la finca deberán existir “pediluvios” con la misma solución desinfectante, que servirá además para desinfección de las herramientas. El mantenimiento de los pediluvios y rodaluvios, debe ser periódico y la solución desinfectante debe ser a menudo renovada, y contar con protección o techo, para evitar su dilución en épocas de lluvias. También, se deben realizar campañas de concientización ‒charlas‒ al personal de campo, sobre la importancia de la desinfección para evitar la diseminación de la enfermedad
   • Eliminación in situ de plantas con síntomas sospechosas, las cuales serán repicadas con aplicación de sal cuaternaria a altas dosis en los restos vegetales y en el lugar donde se encontraba la misma, colocando plástico sobre el material vegetal y suelo por tres meses, definiendo el área de encierro ‒que puede abarcar anillos de contención con plantas adyacentes‒ a fin de evitar su perturbación; y construcción de pequeño canal para evitar la escorrentía de agua. Adicionalmente se recomienda aplicar gran cantidad de cal en polvo en todo el encierro.
   • Después de tres meses, en el área definida como encierro se retira el plástico y se aplica abundante MO ‒materia orgánica‒ ayudado con un tridente ‒Hércules‒ para facilitar la aireación e incorporación de la misma conjuntamente con aplicación de pool de organismos antagonistas a hongos y bacterias ‒Trichoderma spp., Bacillus spp., entre otros‒, los cuales deberían ser aplicados cada 15 días con adición de soluciones de ácido húmico que facilitan su acción. Entre 25 a 30 días después, se procede con la siembra de leguminosas por dos ciclos consecutivos, con corte e incorporación de su biomasa, más la adición continua de MO y organismos benéficos manteniendo la misma frecuencia de aplicación. Durante todo el proceso de recuperación el control de malezas es indispensable para evitar hospederos alternos de Foc R4T.
   • Posterior al segundo ciclo de las leguminosas acompañado de las practicas indicadas, se puede proceder a la siembra de material de musáceas (limpio, vigoroso y sano) preferiblemente proveniente de cultivo in vitro, previamente inoculado con Trichoderma spp., o microorganismos benéficos, para iniciar nuevas plantaciones con aplicación continúa de MO y microorganismos benéficos, con evaluación y supervisión constante.

   Se debe considerar que al utilizar plántulas in vitro es necesario reconstruir su microbioma con organismos benéficos, antes de la siembra, para activar el sistema de defensa de estas, debido que a nivel de la rizosfera debe existir equilibrio constante entre distintas comunidades de microorganismos ‒benéficos y dañinos‒ para no desencadenar situaciones ambiguas que conlleven a cuadros patológicos (Dita et al. 2018, Bubici et al. 2019, Martínez et al. 2020). Se ha demostrado que este tipo de plántulas tienden a ser más susceptible a la marchitez por Fusarium una vez instaladas en campo en comparación con las provenientes por propagación convencional (Whiley et al. 1998), lo cual es atribuído al hecho que a través de la biotecnología se realiza limpieza total del material, eliminando todos los microorganismos ‒benéficos o dañinos‒ que pueden contribuir, retrasar, minimizar o bloquear el efecto de Foc, quedando las plántulas vulnerables (Dita et al. 2018).

   A pesar de la larga trayectoria de Foc causando la marchitez en banano a nivel mundial, equivalente a 146 años, el mayor desafío para su manejo será limitarlo a un área y evitar su dispersión, aplicando todas las medidas contempladas en el MIE. Esto dependerá a su vez, de la detección temprana del foco de infección, destrucción de plantas infectadas y tratamiento intensivo del suelo con énfasis en tratar de repotenciar la microbiota, al igual que las medidas de bioseguridad e identificación de las posibles fuentes de contaminación, siendo de urgente necesidad la aplicación de metodologías efectivas para detectar el patógeno en otros medios como el agua.

   Al considerar que la mayor parte de la producción mundial de musáceas involucra pequeños productores, y dado que Foc R4T es prácticamente imposible de erradicar, su intento por contener la enfermedad a través de la eliminación in situ de plantas afectadas. Plantas enfermas han sido cortadas en trozos y colocadas en fosas, con aplicación de cal y cubiertas con tierra y se han establecido anillos de contención, en regiones altamente afectadas como Taiwán y China. Pero se ha fallado al dejar al descubierto en el terreno, en canales de riego o ríos, restos de plantas enfermas, observándose en corto tiempo rápido incremento de su propagación, lo cual demuestra la necesidad de ejecutar acciones inmediatas al detectarse por primera vez (Pegg et al. 2019).

   A través de la historia, los productores de la región de LAC han adoptado medidas de manejo de la marchitez por Fusarium basadas en la agricultura migratoria. Con siembras anuales escalonadas, siembras en tierras vírgenes libre del patógeno, aplicadas a cultivos de clones susceptibles a las razas R1 y R2 de Foc, han podido sembrar por pocos ciclos, debido a la dinámica poblacional del hongo y fallas en el manejo de la enfermedad. Pero en el caso de Foc R4T, todas esas prácticas ancestrales, quedarán sin efecto por el alto nivel de agresividad de esta nueva raza (Martínez et al. 2020). Esta puede atacar otros clones diferentes al subgrupo Cavendish, como los subgrupos Silk ‒banano Manzano, Musa AAB‒ y Bluggoe ‒Musa ABB‒, los cuales originalmente son susceptibles a las R1 y R2, respectivamente (Aguayo et al. 2020), y se pueden presentar síntomas muy similares indistintamente de la raza y el clon atacado, y en algunos casos las plantas se pueden presentar de manera asintomática, lo que complica su identificación, diagnóstico y evaluación en campo (Martínez et al. 2020).

   Las enormes pérdidas económicas que ha causado Foc R4T en muchos países productores a nivel mundial y su primer reporte en el continente americano ‒Guajira Colombiana‒, hacen que todos los países de la región LAC, con especial atención Ecuador, Panamá y Venezuela, se encuentren en condiciones de alto riesgo, debido al flujo constante de personas o vehículos. Por ello, a los fines de ajustar las medidas de manejo a implementar se requiere darle prioridad a la revisión de los análisis de riesgo ante la eminente amenaza para la producción y seguridad alimentaria que dependen en gran parte de los pequeños productores.

   La sustitución de los bananos actuales susceptibles a Foc R4T, tal como sucedió con el clon Gros Michel ante Foc R1, se vislumbra como la opción de manejo de la enfermedad más indicada en corto y mediano plazo; sin embargo, se deberá considerar que su obtención por la vía convencional es un desafío por las limitaciones propias del cultivo ‒poliploidia, esterilidad, hibridación que impiden la transferencia de rasgos deseables, largo tiempo requerido para lograrlo, entre otras‒, además de su vida útil ante nuevas cepas o razas. Es necesario el uso de nuevas técnicas de mejoramiento que conllevan a la modificación genética y la edición del genoma, que tienen el potencial de desarrollar clones resistentes a enfermedades. Entre ellas destaca el sistema CRISPR-Cas9 que contempla la eliminación de genes, reemplazo de bases, edición múltiple de genes y la regulación de la transcripción de genes en plantas (Tripathi et al. 2019, Tzean et al. 2019).

   Por consiguiente, la nueva era de los bananos originada en esta ocasión por Foc R4T, podría estar dominada por estos nuevos clones; sin embargo, es necesario puntualizar y hacer énfasis en las marcadas diferencias existentes entre organismos transgénicos y los creados por la técnica CRISPR-Cas9 o inserción de genes del mismo género. Por cuanto, los obtenidos por esta última técnica no deberían ser catalogados como transgénicos, debido que además de poder crear incertidumbre y conflictos a nivel de los consumidores, su liberación y comercialización pudiera enfrentar obstáculos por los complicados procesos de aprobación regulatoria en muchos países.

CONCLUSIONES

El futuro del manejo de la enfermedad en estos cultivos estará enmarcado en los siguientes términos: 1) A corto plazo: aplicación del MIP para su contención o para evitar su propagación a nuevas áreas. 2) A mediano plazo: uso de clones resistentes, que podría implicar cambios en patrones de consumo al obtenerse materiales con características diferentes a los actuales, sin garantizar además, su inmunidad ante posibles nuevas razas o VCG a través del tiempo. 3) A largo plazo: clones con las mismas características agronómicas y organolépticas de los actuales, obtenidos a través de nuevas técnicas que involucran la edición genética.